Использование транскриптомных баз данных для анализа патогенетических факторов эндометриоза

Бобров М.Ю., Балашов И.С., Филиппова Е.С., Альмова И.К., Хилькевич Е.Г., Павлович С.В., Наумов В.А., Боровиков П.И., Сухих Г.Т.

1ФГБУ Научный центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России, Москва 2ФГБУН Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова, Москва, Россия
Актуальность. Молекулярные механизмы патогенеза эндометриоза остаются недостаточно изученными, что во многом определяет отсутствие высокоэффективной терапии данного заболевания. В последнее время применение «омиксных» технологий в исследовании эндометриоза приводит к накоплению информации об изменении количества и состава различных классов молекул в нормальных и патологически измененных тканях.
Цель исследования. Провести анализ массивов данных, полученных в разных исследованиях.
Материал и методы. Был проведен анализ шести наборов данных по экспрессии мРНК и девяти наборов по экспрессии микроРНК в эутопическом и эктопическом эндометрии. Было отобрано 79 генов с однонаправленным изменением экспрессии в большинстве наборов, и была проведена их функциональная характеристика.
Результаты. Сопоставление списков дифференциально экспрессированных генов и микроРНК, а также оценка их возможных взаимодействий позволили выявить девять микроРНК, способных участвовать в регуляции экспрессии десяти генов. Анализ процессов, регулируемых дифференциально экспрессирующимися генами, позволил выявить ряд клеточных функций и путей внутриклеточной сигнализации, которые ранее не были показаны при эндометриозе.
Заключение. Нарушения регуляции, ассоциированные с данными путями, могут вносить существенный вклад в развитие данного заболевания.

Ключевые слова

эндометриоз
экспрессия мРНК
путь внутриклеточной сигнализации
патогенез
«омиксные» технологии

Список литературы

1. Tosti C. et al. Pathogenetic mechanisms of deep infiltrating endometriosis. Reprod. Sci. 2015; 22(9): 1053-9.

2. Signorile P.G., Baldi A. New evidence in endometriosis. Int. J. Biochem. Cell Biol. 2015; 60: 19-22.

3. Harada T., ed. Endometriosis. Springer; 2014. 475p.

4. Burney R.O. et al. Gene expression analysis of endometrium reveals progesterone resistance and candidate susceptibility genes in women with endometriosis. Endocrinology. 2007; 148(8): 3814-26.

5. Crispi S. et al. Transcriptional profiling of endometriosis tissues identifies genes related to organogenesis defects. J. Cell. Physiol. 2013; 228(9):1927-34.

6. Sha G. et al. Differentially expressed genes in human endometrial endothelial cells derived from eutopic endometrium of patients with endometriosis compared with those from patients without endometriosis. Hum. Reprod. 2007; 22(12): 3159-69.

7. Hawkins S.M. et al. Functional microRNA involved in endometriosis. Mol. Endocrinol. 2011; 25(5): 821-32.

8. Eyster K.M. et al. Whole genome deoxyribonucleic acid microarray analysis of gene expression in ectopic versus eutopic endometrium. Fertil. Steril. 2007; 88(6): 1505-33.

9. Hever A. et al. Human endometriosis is associated with plasma cells and overexpression of B lymphocyte stimulator. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007; 104(30): 12451-6.

10. Bartel D.P. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell. 2004; 116(2): 281-97.

11. Ohlsson Teague E.M.C. et al. MicroRNA-regulated pathways associated with endometriosis. Mol. Endocrinol. 2009; 23(2): 265-75.

12. Filigheddu N. et al. Differential expression of micrornas between eutopic and ectopic endometrium in ovarian endometriosis. J. Biomed. Biotechnol. 2010; 2010: 369549.

13. Braza-Boils A. et al. MicroRNA expression profile in endometriosis: its relation to angiogenesis and fibrinolytic factors. Hum. Reprod. 2014; 29(5): 978-88.

14. Zhao M. et al. miR-20a contributes to endometriosis by regulating NTN4 expression. Mol. Biol. Rep. 2014; 41(9): 5793-7.

15. Zheng B. et al. The differential expression of microRNA-143,145 in endometriosis. Iran. J. Reprod. Med. 2014; 12(8): 555-60.

16. Graham A., Falcone T., Nothnick W.B. The expression of microRNA-451 in human endometriotic lesions is inversely related to that of macrophage migration inhibitory factor (MIF) and regulates MIF expression and modulation of epithelial cell survival. Hum. Reprod. 2015; 30(3): 642-52.

17. Liu S. et al. Expression of miR-126 and Crk in endometriosis: miR-126 may affect the progression of endometriosis by regulating Crk expression. Arch. Gynecol. Obstet. 2012; 285(4): 1065-72.

18. Saare M. et al. High-throughput sequencing approach uncovers the miRNome of peritoneal endometriotic lesions and adjacent healthy tissues. PLoS One. 2014; 9(11): e112630.

19. Demšar J. et al. Orange: data mining toolbox in python. J. Mach. Learn. Res. 2013; 14: 2349-53.

20. Shannon P. et al. Cytoscape: A software Environment for integrated models of biomolecular interaction networks. Genome Res. 2003; 13(11): 2498-504.

21. Winterhalter C., Widera P., Krasnogor N. JEPETTO: a Cytoscape plugin for gene set enrichment and topological analysis based on interaction networks. Bioinformatics. 2014; 30(7): 1029-30.

22. Dweep H., Gretz N., Sticht C. miRWalk database for miRNA-target interactions. Methods Mol. Biol. 2014; 1182: 289-305.

23. Gómez-Contreras P. et al. Extracellular matrix 1 (ECM1) regulates the actin cytoskeletal architecture of aggressive breast cancer cells in part via S100A4 and Rho-family GTPases. Clin. Exp. Metastasis. 2017; 34(1): 37-49.

24. Phesse T., Flanagan D., Vincan E. Frizzled7: a promising achilles’ heel for targeting the wnt receptor complex to treat cancer. Cancers (Basel). 2016;8(5): 50.

25. Henau O. De et al. Signaling properties of chemerin receptors CMKLR1, GPR1 and CCRL2. PLoS One. 2016; 11(10): e0164179.

26. Bathgate R.A.D. et al. Relaxin family peptides and their receptors. Physiol. Rev. 2013; 93(1): 405-80.

27. Boggild S. et al. Spatiotemporal patterns of sortilin and SorCS2 localization during organ development. BMC Cell Biol. 2016; 17: 8.

28. Ortiga-Carvalho T.M., Sidhaye A.R., Wondisford F.E. Thyroid hormone receptors and resistance to thyroid hormone disorders. Nat. Rev. Endocrinol. 2014; 10(10): 582-91.

29. Ramaiah S. et al. Toll-like receptor and accessory molecule mRNA expression in humans and mice as well as in murine autoimmunity, transient inflammation, and progressive fibrosis. Int. J. Mol. Sci. 2013; 14(7): 13213-30.

30. Montalbano M. et al. Biology and function of glypican-3 as a candidate for early cancerous transformation of hepatocytes in hepatocellular carcinoma (Review). Oncol. Rep. 2017; 37(3): 1291-300.

31. Kang J.M. et al. KIAA1324 suppresses gastric cancer progression by inhibiting the oncoprotein GRP78. Cancer Res. 2015; 75(15): 3087-97.

32. Bürkle B. et al. Spread of endometriosis to pelvic sentinel lymph nodes: gene expression analysis. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 2013; 169(2): 370-5.

33. Davies L. et al. P53 apoptosis mediator PERP: localization, function and caspase activation in uveal melanoma. J. Cell. Mol. Med. 2009; 13(8b):1995-2007.

34. Constable J.R.L. et al. Amisyn regulates exocytosis and fusion pore stability by both syntaxin-dependent and syntaxin-independent mechanisms. J. Biol. Chem. 2005; 280(36): 31615-23.

35. Lenka G. et al. Identification of methylation-driven, differentially expressed STXBP6 as a novel biomarker in lung adenocarcinoma. Sci. Rep. 2017;7: 42573.

36. Qiu H.-L. et al. High expression of KIF14 is associated with poor prognosis in patients with epithelial ovarian cancer. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 2017; 21(2): 239-45.

37. Singel S.M. et al. KIF14 promotes AKT phosphorylation and contributes to chemoresistance in triple-negative breast cancer. Neoplasia. 2014; 16(3): 247-56. e2.

38. Heo J.-I., Cho J.H., Kim J.-R. HJURP regulates cellular senescence in human fibroblasts and endothelial cells via a p53-dependent pathway. J. Gerontol. Ser. A Biol. Sci. Med. Sci. 2013; 68(8): 914-25.

39. Fu H.-L., Shao L. Silencing of NUF2 inhibits proliferation of human osteosarcoma Saos-2 cells. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 2016; 20(6): 1071-9.

40. Katkoori V.R. et al. Prognostic significance and gene expression profiles of p53 mutations in microsatellite-stable stage III colorectal adenocarcinomas. PLoS One. 2012; 7(1): e30020.

41. Li S. et al. SHP2 positively regulates TGFβ1-induced epithelial-mesenchymal transition modulated by its novel interacting protein Hook1. J. Biol. Chem. 2014; 289(49): 34152-60.

42. Maldonado-Báez L. et al. Microtubule-dependent endosomal sorting of clathrin-independent cargo by Hook1. J. Cell Biol. 2013; 201(2): 233-47.

43. Zhang W. et al. Overexpression of myosin is associated with the development of uterine myoma. J. Obstet. Gynaecol. Res. 2014; 40(9): 2051-7.

44. Liu Y. et al. Loss of N -acetylgalactosaminyltransferase-4 orchestrates oncogenic microRNA-9 in hepatocellular carcinoma. J. Biol. Chem. 2017; 292(8): 3186-200.

45. Iozzo R.V., ed. Proteoglycans: structure, biology and molecular interactions. New York: Marcel Dekker Inc.; 2000.

46. Berardo P.T. et al. Composition of sulfated glycosaminoglycans and immunodistribution of chondroitin sulfate in deeply infiltrating endometriosis affecting the rectosigmoid. Micron. 2009; 40(5-6): 639-45.

47. Monsivais D. et al. Activated glucocorticoid and eicosanoid pathways in endometriosis. Fertil. Steril. 2012; 98(1): 117-25.

48. Bao Y. et al. Tumor suppressor PRSS8 targets Sphk1/S1P/Stat3/Akt signaling in colorectal cancer. Oncotarget. 2016; 7(18): 26780-92.

49. Wang J. et al. VEGF expression is augmented by hypoxia‑induced PGIS in human fibroblasts. Int. J. Oncol. 2013; 43(3): 746-54.

50. Murray M. CYP2J2 – regulation, function and polymorphism. Drug Metab. Rev. 2016; 48(3): 351-68.

51. Edqvist P.-H.D. et al. Loss of ASRGL1 expression is an independent biomarker for disease-specific survival in endometrioid endometrial carcinoma. Gynecol. Oncol. 2015; 137(3): 529-37.

52. Adeva-Andany M.M. et al. Liver glucose metabolism in humans. Biosci. Rep. 2016; 36(6).

53. Marttila-Ichihara F. et al. Amine oxidase activity regulates the development of pulmonary fibrosis. FASEB J. 2017; Mar 1.

54. Alfarouk K.O. Tumor metabolism, cancer cell transporters, and microenvironmental resistance. J. Enzyme Inhib. Med. Chem. 2016; 31(6): 859-66.

55. Xu Y. Effect of estrogen sulfation by SULT1E1 and PAPSS on the development of estrogen-dependent cancers. Cancer Sci. 2012; 103(6): 1000-9.

56. Gupta A. et al. Cell cycle- and cancer-associated gene networks activated by Dsg2: evidence of cystatin A deregulation and a potential role in cell-cell adhesion. PLoS One. 2015; 10(3): e0120091.

57. Zhao Q. et al. Differentially expressed proteins among normal cervix, cervical intraepithelial neoplasia and cervical squamous cell carcinoma. Clin. Transl. Oncol. 2015; 17(8): 620-31.

58. Calvo F. et al. RasGRF suppresses Cdc42-mediated tumour cell movement, cytoskeletal dynamics and transformation. Nat. Cell Biol. 2011; 13(7): 819-26.

59. Byrne J.A. et al. Tumor protein D52 (TPD52) and cancer—oncogene understudy or understudied oncogene? Tumor Biol. 2014; 35(8):7369-82.

60. Meunier D. et al. Expression analysis of proline rich 15 (Prr15) in mouse and human gastrointestinal tumors. Mol. Carcinog. 2011; 50(1): 8-15.

61. Rowther F.B. et al. Cyclic nucleotide phosphodiesterase-1C ( PDE1C ) drives cell proliferation, migration and invasion in glioblastoma multiforme cells in vitro. Mol. Carcinog. 2016; 55(3): 268-79.

62. Han B., Poppinga W.J., Schmidt M. Scaffolding during the cell cycle by A-kinase anchoring proteins. Pflügers Arch. - Eur. J. Physiol. 2015;467(12): 2401-11.

63. Guimarães-Young A. et al. Conditional deletion of Sox17 reveals complex effects on uterine adenogenesis and function. Dev. Biol. 2016;414(2): 219-27.

64. Mahajan N. Signatures of prostate-derived Ets factor (PDEF) in cancer. Tumor Biol. 2016; 37(11): 14335-40.

65. McManus M. et al. Hes4: A potential prognostic biomarker for newly diagnosed patients with high-grade osteosarcoma. Pediatr. Blood Cancer. 2017; 64(5).

66. Ounzain S. et al. Proliferation-associated POU4F2/Brn-3b transcription factor expression is regulated by oestrogen through ERα and growth factors via MAPK pathway. Breast Cancer Res. 2011; 13(1): R5.

67. Cho I.-T. et al. Aristaless related homeobox (ARX) interacts with β-Catenin, BCL9, and P300 to regulate canonical wnt signaling. PLoS One. 2017; 12(1): e0170282.

68. Du H., Taylor H.S. The role of Hox genes in female reproductive tract development, adult function, and fertility. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2016; 6(1): a023002.

69. Szczepanska M. et al. Expression of HOXA11 in the mid-luteal endometrium from women with endometriosis-associated infertility. Reprod. Biol. Endocrinol. 2012; 10(1): 1.

70. Douville J.M. et al. Mechanisms of MEOX1 and MEOX2 regulation of the cyclin dependent kinase inhibitors p21CIP1/WAF1 and p16INK4a in vascular endothelial cells. PLoS One. 2011; 6(12): e29099.

71. Ao X. et al. Sumoylation of TCF21 downregulates the transcriptional activity of estrogen receptor-alpha. Oncotarget. 2016; 7(18): 26220-34.

72. Warzecha C.C. et al. ESRP1 and ESRP2 are epithelial cell-type-specific regulators of FGFR2 splicing. Mol. Cell. 2009; 33(5): 591-601.

73. Franasiak J.M. et al. Endometrial CXCL13 expression is cycle regulated in humans and aberrantly expressed in humans and Rhesus macaques with endometriosis. Reprod. Sci. 2015; 22(4): 442-51.

74. Li M.-Q. et al. Chemokine CCL2 enhances survival and invasiveness of endometrial stromal cells in an autocrine manner by activating Akt and MAPK/Erk1/2 signal pathway. Fertil. Steril. 2012; 97(4): 919-29. e1.

75. Taylor K.L. et al. Identification of interferon-β-stimulated genes that inhibit angiogenesis in vitro. J. Interf. Cytokine Res. 2008; 28(12): 733-40.

76. Wend P. et al. Wnt signaling in stem and cancer stem cells. Semin. Cell Dev. Biol. 2010; 21(8): 855-63.

77. Li J. et al. Endometriotic mesenchymal stem cells significantly promote fibrogenesis in ovarian endometrioma through the Wnt/β-catenin pathway by paracrine production of TGF-β1 and Wnt1. Hum. Reprod. 2016; 31(6): 1224-35.

Поступила 07.02.2017

Принята в печать 17.02.2017

Об авторах / Для корреспонденции

Бобров Михаил Юрьевич, к.х.н., зав. лабораторией молекулярной патофизиологии ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России,
с.н.с. лаборатории оксилипинов ФГБУН Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4
Балашов Иван Сергеевич, м.н.с. лаборатории биоинформатики ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4
Боровиков Павел Игоревич, зав. лабораторией биоинформатики ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4
Наумов Владимир Александрович, м.н.с. лаборатории биоинформатики ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4
Альмова Индира Курманбиевна, аспирант хирургического отделения ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4
Хилькевич Елена Григорьевна, д.м.н., ведущий научный сотрудник отделения общей хирургии ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-77-83. E-mail: e_khilkevich@oparina4.ru
Павлович Станислав Владиславович, к.м.н., ученый секретарь ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-18-00. Е-mail: s_pavlovich@oparina4.ru
Филлипова Елена Сергеевна, аспирант гинекологического отделения ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4
Сухих Геннадий Тихонович, академик РАН, д.м.н., профессор, директор ФГБУ ФГБУ НЦАГиП им. академика В.И. Кулакова Минздрава России.
Адрес: 117997, Россия, Москва, ул. Академика Опарина, д. 4. Телефон: 8 (495) 438-18-00. E-mail: g_sukhikh@oparina4.ru

Для цитирования: Бобров М.Ю., Балашов И.С., Филиппова Е.С., Альмова И.К., Хилькевич Е.Г., Павлович С.В., Наумов В.А., Боровиков П.И., Сухих Г.Т. Использование транскриптомных баз данных для анализа патогенетических факторов эндометриоза. Акушерство и гинекология. 2017; 4: 34-44.
http://dx.doi.org/10.18565/aig.2017.4.34-44

Также по теме

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.